Изменение концентрации внеклеточной ДНК во время беременности

Карапетян А.О., Красный А.М., Садекова А.А., Хлестова Г.В., Балашов И.С., Баев О.Р.

1 ФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, Москва; 2 ГБОУВПО Первый московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова Минздрава России
Цель исследования. Определить концентрацию внеклеточной ДНК (оДНК) и ее фракций в плазме крови в динамике беременности с учетом возможного влияния индекса массы тела (ИМТ) женщины, анемии беременных, массы плода и плаценты. Материал и методы. Определена концентрация оДНК, ДНК плода (пДНК) и ДНК матери (мДНК) в крови женщины в промежутках 11–14, 24–26 и 30–32 недели. Уровень оДНК был оценен количественной полимеразной цепной реакцией путем определения концентрации гена RASSF1A, уровень пДНК – путем определения гиперметилированной части RASSF1A гена. Результаты. Концентрация внеклеточной оДНК и мДНК существенно не меняется в течение беременности. пДНК относительно стабильна до середины срока гестации (в среднем 1265,11±577,51 ГЕ/мл в 11–14 недель и 1309,09±561,01 ГЕ/мл в 24–26 недель) и значительно возрастает во второй половине беременности. Уровень внеклеточной ДНК и ее фракций не меняется в зависимости от ИМТ женщины, массы плода и плаценты. При анемии концентрация мДНК составила в среднем 12362,33±5533,22 ГЕ/мл и была достоверно меньше, что у здоровых беременных (в среднем 15268,49±5973,43) (р<0,05). Заключение. Полученные данные подтверждают изменение концентрации внеклеточной ДНК в динамике беременности, что необходимо учитывать при прогнозировании ее осложнений. Для исключения влияния других материнских и плодовых факторов необходимо продолжение исследований.

Ключевые слова

общая внеклеточная ДНК
внеклеточная ДНК матери
внеклеточная ДНК плода
RASSF1A ген
плацентарная дисфункция
осложнения беременности
анемия

Последние годы ознаменовались разработкой и внедрением в клиническую практику методов неинвазивного пренатального тестирования анеуплоидий на основе анализа внеклеточной ДНК плода (пДНК) [1]. В настоящее время определение пДНК активно используется в неинвазивной пренатальной диагностике анеуплоидий плода, определении RhD принадлежности и заболеваний, сцепленных с полом плода [2].

Выделяется пДНК из общей внеклеточной ДНК (оДНК), в состав которой входит также ДНК матери (мДНК). Основным источником пДНК в материнской крови являются клетки трофобласта, подвергающиеся апоптозу [3, 4]. Под влиянием гипоксии и окислительного стресса значительно усиливается апоптоз клеток трофобласта, что, как известно, является важным патогенетическим звеном в развитии осложнений беременности, таких как преэклампсия и задержка роста плода [5]. Тем самым, определение концентрации внеклеточной пДНК в крови женщины может также служить маркером патофизиологических изменений в плаценте и предиктором осложнений беременности, ассоциированных с плацентарной дисфункцией. Клиническое применение данного маркера с целью прогнозирования осложнений беременности не может быть реализовано без учета потенциальных факторов, которые могут оказывать влияние на концентрацию внеклеточной пДНК в различные сроки беременности. Так, имеются данные о влиянии возраста женщины, индекса массы тела (ИМТ), курения, массы плода и плаценты. Некоторые исследователи, такие как M. Haghiac и соавт. (2012), продемонстрировали, что концентрация оДНК повышена у женщин с ожирением, в отличие от пДНК [6]. Напротив, O. Lapaire и соавт. (2009) не нашли корреляции концентрации, как оДНК с увеличением ИМТ женщины, так и пДНК [7]. M. Smid и соавт. (2003) обнаружили существенную положительную корреляцию между увеличением массы плаценты и концентрацией пДНК, в то время как другие исследователи аналогичную связь не обнаружили [7, 8]. Кроме того, представляет интерес определение содержания внеклеточной ДНК у женщин с измененным клеточным составом крови вследствие анемии. В литературе имеется только одно исследование, в котором изучали концентрацию пДНК при анемии беременных, однако нет сведений об оДНК и мДНК [9]. Таким образом, существуют противоречивые данные о влиянии материнских и плодовых факторов на уровни внеклеточной мДНК и пДНК в крови матери.

В связи с этим целью данной работы стало определение концентрации внеклеточной ДНК и ее фракций в динамике беременности с учетом возможного влияния ИМТ, анемии беременных, массы плода и плаценты.

Материал и методы исследования

Исследование проводили в ФГБУ Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России с 15 января 2016 г. по 15 апреля 2017 г.

В исследование включены 24 женщины с одноплодной беременностью. Все женщины были соматически здоровы и имели неотягощенный акушерско-гинекологический анамнез. Критериями исключения из исследования послужили такие осложнения беременности, как преэклампсия, преждевременные роды, задержка роста плода, гестационная артериальная гипертензия, гестационный сахарный диабет, хромосомные аномалии и пороки развития плода, аномалии прикрепления и расположения плаценты, острая фаза и обострение хронических инфекционных заболеваний. У 13 женщин беременность протекала без осложнений, у 11 женщин была выявлена анемия легкой степени во II (n=2) и III (n=11) триместрах беременности. На проведение исследования получено разрешение комиссии по этике ФГБУ Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России. Перед забором биологического материала все женщины подписали информированное согласие на участие в клиническом исследовании.

Забор венозной крови для определения внеклеточной ДНК производили трижды: в промежутках 11–14, 24–26 и 30–32 недели. Было собрано по пять мл периферической крови в вакуумные пробирки, содержащие ЭДТА, и обработано в течение часа после забора. Плазма крови была выделена центр фугированием в два этапа при 4°С: первый этап – 10 мин, 200 g, второй этап – 10 мин, 4500 g. Образцы плазмы хранили при температуре -80°С. Уровень оДНК был оценен количественной полимеразной цепной реакцией (ПЦР) путем определения концентрации гена RASSF1A. Оценка уровня пДНК основана на данных о том, что в клетках плаценты ген RASSF1A гиперметилирован, и, соответственно, концентрация его гиперметилированной части в крови матери будет соответствовать количеству геномных единиц пДНК [10]. оДНК выделяли из 1000 мкл плазмы с использованием магнитных частиц (Силекс, Россия) согласно рекомендациям изготовителя. Полученную ДНК переосаждали этанолом с соосадителем Satellite Red (Евроген, Россия) с предварительной очисткой хлороформом, далее разводили в 13 мкл воды. 10 мкл раствора ДНК использовали в реакции метилчувствительной рестрикции для выделения гиперметилированной части гена RASSF1A. Для этого использовали фермент BstUI (NEB, England) 60 Е. Реакцию рестрикции проводили 6 ч при 60°С, после чего ДНК осаждали этанолом с предварительным удалением рестриктаз с помощью хлороформа. Полученную ДНК растворяли в 10 мкл воды. 2 мкл полученного раствора использовали в реакции ПЦР для контроля рестрикции с праймерами к гену ACTB. В случае отсутствия ответа оставшийся раствор ДНК использовали в реакции ПЦР с праймерами к гену RASSF1A. ПЦР проводили одновременно с пятью различными концентрациями стандарта ДНК, который изготовили из ДНК, выделенной из крови, с использованием магнитных частиц (Силекс, Россия). Концентрацию стандарта ДНК определили с помощью спектрофотометра (DeNovix, USA). Для проведения ПЦР использовали амплификатор CFX96 (BioRad, USA). Программа ПЦР: 95°C – 3 мин, 45 циклов: 95°C 10 с, 60°C 15 с, 72°C 30 с. Последовательности праймеров и зондов представлены в табл. 1.

Статистическую обработку данных производили в среде R 3.4.0 с использованием пакета ggplot2 для визуализации данных. Для оценки значимости связи между количественными переменными были построены модели линейной регрессии, для оценки различий между группами в количественных переменных использован тест Манна–Уитни. Различия считались статистически значимыми при p<0,05.

Результаты исследования

Клинико-анамнестические данные женщин представлены в табл. 2. Средний возраст на момент родов составил 30,04 (3,88) года. Первородящие женщины составили 54,17% (n=13), повторнородящие – 45,83% (n=11). Все женщины родоразрешены в доношенном сроке беременности: 13 беременных через естественные родовые пути, 11 – путем операции кесарева сечения. Показаниями к операции кесарева сечения служили: тазовое предлежание плода, рубец на матке после миомэктомии и операций кесарева сечения, неготовность родовых путей и преждевременное излитие околоплодных вод, а также клинически узкий таз (1 наблюдение) и острая гипоксия плода (2 наблюдения). Только у 1 новорожденного оценка состояния по шкале Апгар на 1-й минуте была менее 8 баллов и составила 7 баллов, на 5-й минуте у всех новорожденных состояние оценили на 8 и более баллов. Масса тела детей при рождении составила от 2770 до 3860 г (в среднем 3390±337,58 г), а масса плаценты – от 383 до 598 г (в среднем 473±62,87 г). Родились 8 мальчиков и 16 девочек.

Концентрация как оДНК, так и мДНК в 11–14, 24–26 и 30–32 недели достоверно не различалась (рис. 1). В 11–14 и 24–26 недель концентрация пДНК существенно не различалась, однако в 30–32 недели была значимо выше (p<0,05).

Полученные результаты показали, что концентрации мДНК и пДНК в изученные сроки беременности не зависели от исходного ИМТ женщины (рис. 2).

Также не было обнаружено зависимости между концентрацией фракций внеклеточной ДНК и массой тела новорожденного и плаценты (рис. 3, 4).

Для определения влияния анемии на концентрацию мДНК и пДНК беременные были разделены на 2 группы: с анемией (n=11) и без (n=13). В I триместре беременности анемии не было ни в одной группе женщин и гемоглобин крови (Hb) составлял в среднем 126,54±7,26 г/л. Во II триместре анемия была диагностирована у 2 женщин (Hb в среднем составил 113,73±4,58 г/л). В III триместре анемия имела место у 11 беременных. У этих женщин Hb крови составил в среднем 104,82±3,49 г/л, что достоверно ниже, чем в группе женщин без анемии (124,08±11,29 г/л) (p<0,05). Установлено, что при анемии концентрация пДНК существенно не различалась между группами (табл. 3). Однако следует отметить, что концентрация мДНК у пациенток с анемией была достоверно ниже, чем у женщин без анемии (p<0,05).

Обсуждение

В мировой литературе на протяжении нескольких лет обсуждается возможность определения концентрации внеклеточной пДНК в качестве маркера, прогнозирующего осложнения беременности. Важным аспектом является понимание патофизиологических механизмов, приводящих к изменению уровней внеклеточных нуклеиновых кислот в материнской крови, а также совокупности факторов, влияющих на концентрацию данного маркера. На сегодняшний день среди исследователей нет однозначного мнения.

В данной работе, проанализировав концентрацию внеклеточной оДНК в динамике беременности, мы не обнаружили существенных различий, что коррелирует с данными других исследователей [11]. Однако представляет интерес оценка фракций внеклеточной ДНК (материнской и плодовой).

В исследовании R.J. Levine и соавт. (2004) концентрация пДНК оставалась низкой до III триместра беременности, далее наблюдался значительный подъем с каждой неделей гестации [12]. S. Galbiati и соавт. (2005) отметили значительный прирост уровня пДНК во II и III триместрах беременности, что совпадает с данными Y. Zhou и соавт. (2015) об относительно стабильной концентрации пДНК до 22 недели с последующим быстрым повышением по мере прогрессирования беременности [13, 14]. Недостатком представленных исследований является ограниченность выборки, так как пДНК определялась лишь у женщин с плодом мужского пола по Y-хромосоме.

В нашем исследовании обнаружена положительная корреляция между концентрацией пДНК и сроком беременности. При этом пДНК оставалась относительно стабильной до середины срока гестации и значительно возрастала к 30–32 неделям беременности. Использованный нами метод выделения пДНК при помощи гиперметилированной части RASSF1A гена позволяет определить концентрацию пДНК с ранних сроков беременности, а также не ограничивает выборку по полу плода или резус принадлежности [10]. При использовании этого метода M.J. Kim и соавт. (2013) обнаружили, что уровень пДНК значительно повышается в III триместре беременности, что соответствует нашим данным [15].

Еще меньше данных имеется о мДНК в динамике беременности. Только в работе Y.M. Lo и соавт. (1999) было обнаружено, что концентрация мДНК увеличивается со сроком беременности [16]. Авторы предположили, что возможным объяснением является снижение выведения внеклеточной ДНК в связи с физиологическими изменениями в организме беременной женщины. В нашей выборке мы не обнаружили существенных колебаний мДНК в течение неосложненной беременности.

Среди факторов, оказывающих влияние на концентрацию внеклеточной ДНК, наиболее изучаемым является ИМТ. Большинство исследователей пришли к выводу, что с увеличением массы тела женщины концентрация пДНК уменьшается [14, 17, 18]. Объясняется данная обратная корреляционная зависимость увеличением объема циркулирующей крови и эффектом гемодилюции у женщин с большей массой тела. S.L. Kinnings и соавт. (2015) описали зависимость между изменением ИМТ беременной и концентрацией пДНК: происходит снижение пДНК на 1,17% при увеличении ИМТ на 5 кг/м2 у женщин с ИМТ 20–40 кг/м2; при ИМТ приблизительно равном 50 кг/м2 концентрация ДНК плода остается относительно постоянной [19]. В исследовании T. Wataganara и соавт. (2004) отмечено отсутствие зависимости между концентрацией пДНК и массой тела женщины в I триместре беременности [20]. В литературе отсутствуют данные о влиянии ИМТ на концентрацию мДНК. Полученные нами результаты показали, что в изученные сроки концентрации мДНК и пДНК не зависели от ИМТ женщины.

Как известно, основным источником пДНК являются клетки трофобласта [3]. Предполагается наличие положительной корреляции между массой плаценты и уровнем внеклеточной пДНК в кровотоке женщины. M. Smid и соавт. (2003), дважды определив уровень пДНК в течение одноплодной и многоплодной беременности, обнаружили существенную положительную корреляцию между увеличением массы плаценты и концентрацией пДНК [8]. Однако T. Wataganara и соавт. (2005), измеряя массу плаценты с помощью трехмерного ультразвукового исследования в I триместре беременности, не обнаружили зависимости [21]. В результате полученных данных авторы предположили, что процесс реализации внеклеточной пДНК в кровоток женщины обусловлен иными механизмами, не зависящими от объема плаценты [21]. Нами также не обнаружено корреляции пДНК с массой плаценты при неосложненном течении беременности или легкой анемии.

В нашем исследовании при анализе концентрации пДНК и массы тела новорожденного статистически значимых зависимостей не обнаружено. O. Lapaire и соавт. (2009) также не обнаружили зависимости, что возможно подтверждает плацентарное происхождение данного маркера [7].

Во время беременности происходит снижение Hb крови ко II триместру. Данный феномен связан с увеличением объема плазмы и физиологической гемодилюцией. Повышение объема циркулирующей крови обеспечивает лучшую плацентарную перфузию. Анемия же во время беременности может сопровождаться ухудшением оксигенации тканей, вследствие чего возможно усиление апоптоза клеток трофобласта. В 2013 г. M. Zamanpoor и соавт. впервые провели оценку влияния анемии беременных на концентрацию пДНК [9]. Отмечены более низкие значения пДНК при анемии беременных по сравнению с нормой во II и III триместрах, однако данные не были статистически значимыми (p=0,114).

Нами также не обнаружено достоверных различий уровней пДНК в зависимости от наличия анемии беременных. Возможно, полученные данные обусловлены тем, что при анемии беременных легкой степени наблюдается компенсаторное увеличение количества капилляров, ворсин хориона, а также объема плаценты, что не сопровождается повышением апоптоза клеток трофобласта [22]. В доступной литературе нет данных о содержании мДНК при анемии у беременных. Проведенное нами исследование выявило достоверное уменьшение концентрации мДНК при анемии. В процессе созревания эритроцита, когда клетка находится в составе эритробластного островка или мигрирует через стенку кровеносных сосудов костного мозга в кровоток, происходит выталкивание ядра [23]. Поскольку в крови у взрослого человека циркулируют (25–30)×1012 эритроцитов, 1% из которых ежедневно обновляется, в составе ядер в кровь может попадать около 1,2 г ДНК [23]. Часть ДНК остается циркулировать в кровотоке. Сниженное количество клеток эритробластного островка может являться одной из причин уменьшения количества внеклеточной ДНК в крови. Однако для объяснения нашего наблюдения необходимы дальнейшие исследования источников мДНК в крови матери.

Преимуществом нашей работы является то, что было проведено исследование концентрации фракций внеклеточной ДНК в динамике, которое указывает на увеличение содержания пДНК во второй половине беременности. Нами впервые изучено содержание мДНК у женщин с анемией беременных и установлена статистически значимая связь. Недостатками нашего исследования являются малый объем выборки, оценка ИМТ только на момент наступления беременности.

Заключение

Полученные данные подтверждают значение определения концентрации внеклеточной ДНК с учетом срока гестации для прогнозирования осложнений беременности. Однако для исключения влияния других материнских и плодовых факторов необходимо продолжение исследований.

Список литературы

1. Сухих Г.Т., Трофимов Д.Ю., Барков И.Ю., Донников А.Е., Шубина Е.С., Коростин Д.О., Екимов А.Н., Гольцов А.Ю., Бахарев В.А., Каретникова Н.А., Боровиков П.И., Тетруашвили Н.К., Ким Л.В., Гата А.С., Павлович С.В., Скрябин К.Г., Прохорчук Е.Б., Мазур А.М., Пантюх К.С. Новые подходы к проведению пренатального скрининга хромосомной патологии: ДНК-скрининг по крови матери. Акушерство и гинекология. 2016; 8: 72-8. http://dx.doi.org/10.18565/aig.2016.8.72-78

2. Тетруашвили Н.К., Ким Л.В., Парсаданян Н.Г., Федорова Н.И., Барков И.Ю., Шубина Е.С., Трофимов Д.Ю. Неинвазивный пренатальный ДНК-тест в качестве скрининговой методики у женщин различных групп риска: взгляд на проблему. Акушерство и гинекология. 2016; 8: 24-8. http://dx.doi.org/10.18565/aig.2016.8.24-28

3. Alberry M., Maddocks D., Jones M., Abdel Hadi M., Abdel-Fattah S., Avent N. et al. Free fetal DNA in maternal plasma in anembryonic pregnancies: Confirmation that the origin is the trophoblast. Prenat. Diagn. 2007; 27(5):415-8.

4. Грачева М.И., Кан Н.Е., Красный А.М. Роль внекдеточной фетальной ДНК в ранней диагностике осложнений беременности. Акушерство и гинекология. 2016; 10: 5-10. ttp://dx.doi.org/10.18565/aig.2016.10.5-10

5. Sharp A.N., Heazell A.E., Crocker I.P., Mor G. Placental apoptosis in health and disease. Am. J. Reprod. Immunol. 2010; 64(3): 159-69.

6. Haghiac M., Vora N.L., Basu S., Johnson K.L., Presley L., Bianchi D.W. et al. Increased death of adipose cells, a path to release cell-free DNA into systemic circulation of obese women. Obesity (Silver Spring). 2012; 20(11): 2213-9.

7. Lapaire O., Volgmann T., Grill S., Hösli I., Zanetti-daellenbach R., Zhong X.Y. et al. Significant correlation between maternal body mass index at delivery and in the second trimester, and second trimester circulating total cell-free DNA levels. Reprod. Sci. 2009; 16(3): 274-9.

8. Smid M., Galbiati S., Vassallo A., Gambini D., Ferrari A., Restagno G. et al. Fetal DNA in maternal plasma in twin pregnancies. Clin. Chem. 2003; 49(9): 1526-8.

9. Zamanpoor M., Rosli R., Yazid M.N., Husain Z., Nordin N., Thilakavathy K. Quantitative analysis of fetal DNA in maternal plasma in gestational diabetes mellitus, iron deficiency anemia and gestational hypertension pregnancies J. Matern. Fetal Neonatal Med. 2013; 26(10): 960-6.

10. Chan K.C., Ding C., Gerovassili A., Yeung S.W., Chiu R.W., Leung T.N. et al. Hypermethylated RASSF1A in maternal plasma: A universal fetal DNA marker that improves the reliability of noninvasive prenatal diagnosis. Clin. Chem. 2006; 52(12): 2211-8.

11. Rolnik D.L., O’Gorman N., Fiolna M., van den Boom D., Nicolaides K.H., Poon L.C. Maternal plasma cell-free DNA in the prediction of preeclampsia. Ultrasound Obstet. Gynecol. 2015; 45(1): 106-11.

12. Levine R.J., Qian C., Leshane E.S., Yu K.F., England L.J., Schisterman E.F. et al. Two-stage elevation of cell-free fetal DNA in maternal sera before onset of preeclampsia. Am. J. Obstet. Gynecol. 2004; 190(3): 707-13.

13. Galbiati S., Smid M., Gambini D., Ferrari A., Restagno G., Viora E. et al. Fetal DNA detection in maternal plasma throughout gestation. Hum. Genet. 2005; 117(2-3): 243-8.

14. Zhou Y., Zhu Z., Gao Y., Yuan Y., Guo Y., Zhou L. et al. Effects of maternal and fetal characteristics on cell-Free fetal DNA fraction in maternal plasma. Reprod. Sci. 2015; 22(11): 1429-35.

15. Kim M.J., Kim S.Y., Park S.Y., Ahn H.K., Chung J.H., Ryu H.M. Association of fetal-derived hypermethylated RASSF1A concentration in placenta-mediated pregnancy complications. Placenta. 2013; 34(1): 57-61.

16. Lo Y.M., Leung T.N., Tein M.S., Sargent I.L., Zhang J., Lau T.K. et al. Quantitative abnormalities of fetal DNA in maternal serum in preeclampsia. Clin. Chem. 1999; 45(2): 184-8.

17. Wang E., Batey A., Struble C., Musci T., Song K., Oliphant A. Gestational age and maternal weight effects on fetal cell-free DNA in maternal plasma. Prenat. Diagn. 2013; 33(7): 662-6.

18. Ashoor G., Syngelaki A., Poon L.C., Rezende J.C., Nicolaides K.H. Fetal fraction in maternal plasma cell-free DNA at 11-13 weeks’ gestation: Relation to maternal and fetal characteristics. Ultrasound Obstet. Gynecol. 2013; 41(1): 26-32.

19. Kinnings S.L., Geis J.A., Almasri E., Wang H., Guan X., Mccullough R.M. et al. Factors affecting levels of circulating cell-free fetal DNA in maternal plasma and their implications for noninvasive prenatal testing. Prenat. Diagn. 2015; 35(8): 816-22.

20. Wataganara T., Peter I., Messerlian G.M., Borgatta L., Bianchi D.W. Inverse correlation between maternal weight and second trimester circulating cell-free fetal DNA levels. Obstet. Gynecol. 2004; 104(3):545-50.

21. Wataganara T., Metzenbauer M., Peter I., Johnson K.L., Bianchi D.W. Placental volume, as measured by 3-dimensional sonography and levels of maternal plasma cell-free fetal DNA. Am. J. Obstet. Gynecol. 2005; 193(2):496-500.

22. Stangret A., Wnuk A., Szewczyk G., Pyzlak M., Szukiewicz D. Maternal hemoglobin concentration and hematocrit values may affect fetus development by influencing placental angiogenesis. J. Matern. Fetal Neonatal Med. 2017; 30(2): 199-204.

23. Тамкович С.Н., Власов В.В., Лактионов П.П. Циркулирующие ДНК крови и их использование в медицинской диагностике. Молекулярная биология. 2008; 42(1): 12-23.

Поступила 24.08.2017

Принята в печать 22.09.2017

Об авторах / Для корреспонденции

Карапетян Анна Овиковна, аспирант ФГБУ НМИЦ АГП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (905) 706-84-81. E-mail: anne-89@mail.ru
Красный Алексей Михайлович, к.б.н., зав. лабораторией цитологии ФГБУ НМИЦ АГП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (963) 750-35-35. E-mail: a_krasnyi@oparina4.ru
Хлестова Галина Владимировна, аспирант ФГБУ НМИЦ АГП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (964) 783-80-76. E-mail: g_khlestova@oparina4.ru
Садекова Алсу Амировна, научный сотрудник лаборатории цитологии ФГБУ НМИЦ АГП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (926) 701-73-86. E-mail: a_sadekova@oparina4.ru
Балашов Иван Сергеевич, младший научный сотрудник лаборатории биоинформатики ФГБУ НМИЦ АГП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (910) 446-20-05. E-mail: i_balashov@oparina4.ru
Баев Олег Радомирович, д.м.н., профессор, руководитель родильного отделения ФГБУ НМИЦ АГП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-11-88. E-mail: o_baev@oparina4.ru

Для цитирования: Карапетян А.О., Красный А.М., Садекова А.А., Хлестова Г.В.,
Балашов И.С., Баев О.Р. Изменение концентрации внеклеточной ДНК
во время беременности. Акушерство и гинекология. 2018; 3: 44-50.
https://dx.doi.org/10.18565/aig.2018.3.44-50

Также по теме

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.