Новые подходы к изучению регуляции преимплантационного развития эмбрионов
Известно, что только 40% эмбрионов, полученных в программах ВРТ, развиваются до стадии бластоцисты; остальные останавливаются на разных стадиях дробления. Большую роль в генезе бесплодия могут иметь генетические и эпигенетические факторы как самого эмбриона, так и ооцита, играющие ключевую роль в раннем преимплантационном развитии.Мартиросян Я.О., Назаренко Т.А., Кадаева А.И., Краснова В.Г., Бирюкова А.М., Погосян М.Т.
В данном обзоре обсуждаются новые подходы к изучению регуляции преимплантационного развития эмбрионов, анализируется влияние генетического и эпигенетического статуса ооцитов на качество получаемых эмбрионов и частоту наступления беременности. Приведены данные исследований в этой области и перспективы их использования в клинической практике. На основании имеющихся данных рассматривается возможность преодоления тяжелых форм бесплодия, ассоциированных с малым числом получаемых эмбрионов и их плохим качеством; преодоления такого состояния, как бесплодие неясного генеза, и поиска новых методов оценки качества ооцитов и эмбрионов для улучшения прогноза программ ЭКО. Подчеркивается необходимость расширения и интенсификации исследований по определению эпигенетического статуса эмбриона и соответствующего ооцита, изучению процессов эпигенетической регуляции в раннем развитии эмбрионов.
Приведен анализ данных научных исследований в области эпигенетической регуляции преимплантационного развития эмбриона, дана характеристика основных эпигенетических модификаций, влияющих на качество получаемых ооцитов и эмбрионов, и определена возможность клинического применения имеющихся данных.
Заключение: На современном этапе методы оценки качества получаемых эмбрионов основываются на морфологических критериях. Однако морфологическая оценка, базирующаяся в основном на визуальном определении степени их компетентности, не коррелирует со способностью эмбрионов к имплантации и развитию полноценной беременности в достаточной степени. В связи с этим целесообразным является изучение молекулярно-генетических характеристик эмбрионов в течение периода раннего эмбрионального развития для разработки клинико-патогенетических методов повышения эффективности лечения бесплодия в программах ЭКО.
Вклад авторов: Мартиросян Я.О., Назаренко Т.А., Кадаева А.И., Краснова В.Г., Бирюкова А.М., Погосян М.Т. – разработка дизайна исследования, получение данных для анализа, обзор публикаций по теме статьи, анализ полученных данных, написание текста рукописи.
Конфликт интересов: Авторы заявляют об отсутствии возможных конфликтов интересов.
Финансирование: Работа выполнена в рамках государственного задания 22-А21 «Решение проблемы бесплодия в современных условиях путем разработки клинико-диагностической модели бесплодия».
Для цитирования: Мартиросян Я.О., Назаренко Т.А., Кадаева А.И.,
Краснова В.Г., Бирюкова А.М., Погосян М.Т. Новые подходы
к изучению регуляции преимплантационного развития эмбрионов.
Акушерство и гинекология. 2023; 6: 29-37
https://dx.doi.org/10.18565/aig.2023.10
Ключевые слова
ооцит
эмбриогенез
эмбрион
остановка эмбриона в развитии
преимплантационное развитие эмбриона
Список литературы
- Shenfield F., de Mouzon J., Scaravelli G., Kupka M., Ferraretti A.P., Prados F.J., Goossens V.; ESHRE Working Group on Oocyte Cryopreservation in Europe. Oocyte and ovarian tissue cryopreservation in European countries: statutory background, practice, storage and use. Hum. Reprod. Open. 2017; 2017(1): hox003. https://dx.doi.org/10.1093/hropen/hox003.
- Lemmen J.G., Rodríguez N.M., Andreasen L.D., Loft A., Zuebe S. The total pregnancy potential per oocyte aspiration after reproduction-in how many cycles are biologically competent oocytes available? J. Assist. Reprod. Genet. 2016; 33(7): 849-54. https://dx.doi.org/10.1007/s10815-016-0707-3.
- Wu X., Wang, P., Brown C., Zilinski C., Matzuk M. Zygote arrest 1 (Zar1) is an evolutionarily conserved gene expressed in vertebrate ovaries. Biol. Reprod. 2003; 69(3): 861-7. https://dx.doi.org/10.1095/biolreprod.103.016022.
- Feng R., Sang Q., Kuang Y., Sun X., Yan Z., Zhang S. et al. Mutations in TUBB8 and human oocyte meiotic arrest. N. Engl. J. Med. 2016; 374(3): 223-32. https://dx.doi.org/10.1056/NEJMoa1510791.
- Christou-Kent M. PATL2 is a key actor of oocyte maturation whose invalidation causes infertility in women and mice. EMBO Mol. Med. 2018; 10(5): e8515. https://dx.doi.org/10.15252/emmm.201708515.
- Niakan K.K., Han J., Pedersen R.A., Simon C., Pera R.A. Human pre-implantation embryo development. Development. 2012; 139(5): 829-41.https://dx.doi.org/10.1242/dev.060426.
- Jiao S.Y., Yang Y.H., Chen S.R. Molecular genetics of infertility: loss-of-function mutations in humans and corresponding knockout/mutated mice. Hum. Reprod. Update. 2021; 27(1): 154-89. https://dx.doi.org/10.1093/humupd/dmaa034.
- Sang Q., Zhang Z., Shi J., Sun X., Li B., Yan Z. et al. A pannexin 1 channelopathy causes human oocyte death. Sci. Transl. Med. 2019; 11(485): eaav8731.https://dx.doi.org/10.1126/scitranslmed.aav8731.
- Wassarman P.M., Litscher E.S. Influence of the zona pellucida of the mouse egg on folliculogenesis and fertility. Int. J. Dev. Biol. 2012; 56(10-12): 833‐9. https://dx.doi.org/10.1387/ijdb.120136pw.
- Rankin T., Dean J. The molecular genetics of the zona pellucida: mouse mutations and infertility. Mol. Hum. Reprod. 1996; 2(11): 889‐94.https://dx.doi.org/10.1093/molehr/2.11.889.
- Loeuillet C., Dhellemmes M., Cazin C., Kherraf Z.-E., Ben Mustapha S.F., Zouari R. et al. A recurrent ZP1 variant is responsible for oocyte maturation defect with degenerated oocytes in infertile females. Clin. Genet. 2022; 102(1): 22-9. https://dx.doi.org/10.1111/cge.14144.
- Gerris J., Royen Van E. Avoiding multiple pregnancies in ART: a plea for single embryo transfer. Hum. Reprod. 2000; 15(9): 184-8. https://dx.doi.org/10.1093/humrep/15.9.1884.
- Albertini D., Sanfins A., Combelles C. Origins and manifestations of oocyte maturation. Reprod. Biomed. Online. 2003; 6(4): 410-5.https://dx.doi.org/10.1016/s1472-6483(10)62159-1.
- Eichenlaub-Ritter U., Peschke M. Expression in in-vivo and in vitro growing and maturing oocytes: focus on regulation of expression at the translational level. Hum. Reprod. 2002; 8(1): 21-41. https://dx.doi.org/10.1093/humupd/8.1.21.
- Rienzi L., Ubaldi F., Martinez F., Lacobelli M., Minasi M.G., Ferrero S.J. et al. Relarionship between meiotic spindle location with regard to the polar body position and oocyte developmental potential after ICSI. Hum. Reprod. 2003; 18(6): 1289-93. https://dx.doi.org/10.1093/humrep/deg 274.
- Verlinsky Y., Lerner S., Illkevitch N., Kuznetsov V., Kuznetsova I., Cueslak J., Kuliev A. Is there any predictive value of furst polar body morphology for embryo genotype or developmental potential? Reprod. Biomed. Online. 2003; 7(3):336-41. https://dx.doi.org/10.1016/s1472-6483(10)61874-3.
- Zhou W., Fu L., Sha W., Chu D., Li Y. Relationship of polar bodies morphology to embryo quality and pregnancy outcome. Zygote. 2016. 24(3): 401-7.https://dx.doi.org/10.1017/S0967199415000325.
- Yuan P., Guo Q., Guo H., Lian Y., Zhai F., Yan Z. et al. The methylome of a human polar body reflects that of its sibling oocyte and its aberrance may indicate poor embryo development. Hum. Reprod. 2021; 36(2): 318-30.https://dx.doi.org/10.1093/humrep/deaa292.
- Eichenlaub-Ritter U., Schmiady H., Kentenich H., Soewarto D. Recurrent failure in polar body formation and premature chromosome condensation in oocytes from a human patient: indicators of asynchrony in nuclear and cytoplasmic maturation. Hum. Reprod. 1995; 10(9): 2343-9. https://dx.doi.org/10.1093/oxfordjournals.humrep.a136297.
- Choi T., Fukasawa K., Zhou R., Tessarollo L., Borror K., Resau J., Vande Woude G.F. The Mos/mitogen-activated protein kinase (MAPK) pathway regulates the size and degradation of the first polar body in maturing mouse oocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996; 93(14): 7032-5.https://dx.doi.org/10.1073/pnas.93.14.7032.
- Ebner T., Yaman C., Moser M., Simmergruber M., Feichtinger O., Tews G. Prognostic value of Jouhilahti the first polar body morphology on fertilization rate and embryo quality in intracytoplasmic sperm injection. Hum. Reprod. 2000; 15(2): 427-30. https://dx.doi.org/10.1093/humrep/15.2.427.
- Ebner T., Moser M., Yaman C., Feichtinger O., Hartl J., Tews G. Elective transfer of embryos selected on the basis of first polar body morphology is associated woth increase rates of implantation and pregnancy. Ferlil. Steril. 1999; 72(4): 599-603. https://dx.doi.org/10.1016/s0015-0282(99)00315-5.
- Ebner T., Moser M., Simmergruber M., Yaman C., Pfleger U., Tews G. First polar body morphology and blastocyst formation rate in ICSI patients. Hum. Reprod. 2002; 17(9): 2415-8. https://dx.doi.org/10.1093/humrep/17.9.2415.
- Ciotti P.N., Notarangelo L., Morselli-Labate A.M., Felletti V., Porcu E., Venturoli S. First polar body morphology before ICSI is not related to embryo quality or pregnancy rate. Hum. Reprod. 2004; 19(10): 2334-9.https://dx.doi.org/10.1093/humrep/deh433.
- Yao J., Li M., Lin L., Li Y., Zhuang J., Huang Y. et al. PTEIN expression in human cumulus cells is associated with embryo development competence. Zygote. 2022; 30(5): 611-8. https://dx.doi.org/10.1017/S096719942200003X.
- Abdallah K., Hunt S., Abdullah S., Mol B.W.J., Youssef M.A. How and why to define unexplained infertility? Semin. Reprod. Med. 2020; 38(1): 55-60.https://dx.doi.org/10.1055/s-0040-1718709.
- Yang Y., Shi L., Fu X., Ma G., Yang Z., Li Y. at al. Metabolic and epigenetic dysfunctions underlie the arrest of in vitro fertilized human embryos in a senescent-like state. PLoS Biol. 2022; 20(6): e3001682.https://dx.doi.org/10.1371/journal.pbio.3001682.
- Sfakianoudis K., Maziotis E., Karantzali E., Kokkini G., Grigoriadis S., Pantou A. et al. Molecular drivers of developmental arrest in the human preimplantation embruo: a systematic review and critical analysis leading to mapping future research. Int. J. Mol. Sci. 2021; 22(15): 8353. https://dx.doi.org/10.3390/ijms22158353.
- Maurer M., Ebner T., Puchner M., Mayer R.B., Shebl O., Oppelt P. et al. Chromosomal aneuploidies and early embryonic developmental arrest. In.t J. Fertil. Steril. 2015; 9(3): 346-53. https://dx.doi.org/10.22074/ijfs.2015.4550.
- Jouhilahti E.-M., Madissoon E., Vesterlund L., Töhönen V., Krjutškov K., Plaza Reyes A. et al. The human PRD-like homeobox gene LEUTX has a central role in embryo genome activation. Development. 2016; 43(19): 3459-69.https://dx.doi.org/10.1242/dev.134510.
- De laco A., Planet E., Coluccio A., Verp S., Duc J., Trono D. DUX-family transcription factors regulate zygotic genome activation in placental mammals. Nat. Genet. 2017; 49(6): 941-5. https://dx.doi.org/10.1038/ng.3858.
- Mantzouratou A., Delhanty J.D.A. Aneuploidy in the human cleavage stage embryo. Cytogenet. Genome Res. 2011; 133(2-4): 141-8.https://dx.doi.org/10.1159/000323794.
- McCoy R.C., Demko Z.P., Ryan A., Banjevic M., Hill M., Sigurjonsson S. et al. Evidence of selection against complex mitotic-origin aneuploidy during preimplantation development. PLoS Genet. 2015; 11(10): e1005601.https://dx.doi.org/10.1371/journal.pgen.1005601.
- Chavez S.L., Loewke K.E., Han J., Moussavi F., Colls P., Munne S. et al. Dynamic blastomere behaviour reflects human embryo ploidy by the four-cell stage. Nat. Commun. 2012; 3: 1251. https://dx.doi.org/10.1038/ncomms2249.
- Mertzanidou A., Spits C., Nguyen H.T., Van de Velde H., Sermon K. Evolution of aneuploidy up to Say 4 of human preimplantation development Hum. Reprod. 2013; 8(6): 1716-24. https://dx.doi.org/10.1093/humrep/det079.
- Ottolini C.S., Rogers S., Sage K., Summers M.C., Capalbo A., Griffin D.K. et al. Karyomapping identifies second polar body DNA persisting to the blastocyst stage: implications for embryo biopsy. Reprod. Biomed. Online. 2015; 31(6): 776-82. https://dx.doi.org/10.1016/j.rbmo.2015.07.005.
- Tsuliko O., Jatsenko T., Grace P., Kurg A., Vermeesch J. A speculative outlook on embryonic aneuploidy: Can molecular pathways ne involved? Dev. Biol. 2019; 447(1): 3-13. https://dx.doi.org/10.1016/j.ydbio.2018.01.014.
- Vera-Rodriguez M., Chavez S., Ruvio C., Pera R., Simon C. Prediction model for aneuploidy in early human embryo development revealed by single-cell analysis. Nat. Commun. 2015; 6: 7601. https://dx.doi.org/10.1038/ncomms8601.
- Acvedo N., Wang X., Dunn R., Smith G. Glycogen synthase kinase-3 regulation of chromatin segregation and cytokinesis in mouse preimplantation embryos. Mol. Reprod. Dev. 2007; 4(2):178-88. https://dx.doi.org/10.1002/mrd.20495.
- Maekawa M., Yamamoto T., Kohno M., Takeichi M., Nishida E. Requirment gor ERK MAP kinase in mouse preimplantation development. Development. 2007; 134(15): 2751-9. https://dx.doi.org/10.1242/dev.003756.
- Barker D.J. The origins of the developmental origins theory. J. Intern. Med. 2007; 261(5): 412-7. https://dx.doi.org/10.1111/j.1365-2796.2007.01809.x.
- Feuer S., Rinaudo P. Preimplantation stress and development. Birth Defects Res. C Embryo Today. 2012; 96(4): 299-314. https://dx.doi.org/10.1002/bdrc.21022.
- Greco E., Minasi M., Fiorentino F. Healthy babies after intrauterine transfer of mosaic aneuploid blastocysts. N. Engl. J. Med. 2015; 373(21): 2089-90.https://dx.doi.org/10.1056/NEJMc1500421.
- Bolton H., Graham S.J.L., Van der Aa N., Kumar P., Theunis K., Fernandez Gallardo E. et al. Mouse model of chromosome mosaicism reveals lineage-specific depletion of aneuploid cells and normal developmental potential. Nat. Commun. 2016; 7: 11165. https://dx.doi.org/10.1038/ncomms11165.
- Eckersley-Maslin M.A., Alda-Catalinas C., Reik W. Dynamics of the epigenetic landscape during the maternal-to-zygotic transition. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2018; 19(7): 436-50. https://dx.doi.org/10.1038/s41580-018-0008-z.
- Wong C.C., Loewke K.E., Bossert N.L., Behr B., De Jonge C.J., Baer T.M., Reijo Pera R.A. Non-invasive imaging of human embryos before embryonic genome activation predicts development to the blastocyst stage. Nat. Biotechnol. 2010; 28(10): 1115-21. https://dx.doi.org/10.1038/nbt.1686.
Поступила 16.01.2023
Принята в печать 22.06.2023
Об авторах / Для корреспонденции
Мартиросян Яна Ованнесовна, к.м.н., врач акушер-гинеколог НКО ВРТ им. Ф. Паулсена, Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава Росcии, +7(925)124-99-99, marti-yana@yandex.ru, 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.Назаренко Татьяна Алексеевна, профессор, д.м.н., директор института репродуктивной медицины, Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, +7(495)531-44-44, t_nazarenko@oparina4.ru, 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.
Кадаева Альбина Ильдаровна, клинический ординатор по специальности «акушерство-гинекология», Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, +7(917)762-82-11, albina.karimovai@mail.ru, 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.
Краснова Валерия Георгиевна, ординатор, Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, +7(495)531-44-44, lkrasnova27@mail.com, 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.
Бирюкова Альмина Михайловна, к.м.н., врач акушер-гинеколог НКО ВРТ им. Ф. Паулсена, Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, +7(495)531-44-44, a_birukova@oparina4.ru, 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.
Погосян Мариам Тиграновна, аспирант НКО ВРТ им. Ф. Паулсена, Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, +7(495)531-44-44, Mariam-pogosyan@yandex.ru, 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4.